【摘要】 目的： 比较大鼠异位小肠移植模型中不同节段移植肠的病理学变化及移植肠存活率. 方法: 将近交系wistar大鼠320只随机配对分为a，b，c，d 4组. a组为对照组（n=80），行虚拟手术；b组（n=80）行异位全小肠移植；c组（n=80）行异位节段性小肠移植，移植肠部位取中、远段小肠，长度15～50 cm不等；d组（n=80）亦行异位节段性小肠移植，移植肠部位取近段小肠，长度15～50 cm不等；各组术后常规补液，给予抗生素. 每日观察移植肠造瘘口颜色及分泌物. 并于术后 1，7，14，30 d于移植肠近端造口内注入麦芽糖溶液，各组随机抽取20只受体于术后7，14，30 d统一自颈外静脉置管处采血1 ml，测量注入麦芽糖前后血糖值并换算出血糖吸收值. 移植鼠濒临死亡时取材，行组织病理学检测. 结果： b组受体的病理学变化程度较c，d组明显，大鼠的存活率亦较低. b，c，d各组血糖吸收值变化无统计学差异. 结论： 在大鼠小肠移植模型的移植肠的选择中，节段性较全小肠移植效果好；节段性移植肠的选择以取距屈氏韧带5 cm、长度约15～20 cm移植肠为宜.
【关键词】 小肠/移植；大鼠；移植肠
0引言
大鼠小肠移植模型的建立至今已有30年的历史［1］，在此期间已有不少的创新和发展，但是由于技术复杂和死亡率高，仍然严重妨碍了这种模型的广泛应用. 我们在长期的小肠移植模型建立的实验中发现，不同节段移植肠的选择是影响模型存活率的重要因素. 我们采用不受移植免疫因素影响的近交品系wistar大鼠分别作为供体和受体施行异位小肠移植，以期提高存活率.
1材料和方法
1.1 材料成年健康雄性近交系wistar大鼠320只，体质量280～320 g(第四军医大学实验动物中心)，移植配对时体质量相近. 戊巴比妥钠生理盐水，活力碘，福尔马林，乳酸林格液（第四军医大学试剂中心）；麦芽糖溶液（上海南翔试剂有限公司），光学显微镜（上海光学仪器厂， l3142206 型）.
1.2方法
1.2.1移植模型制作
1.2.1.1动物分组及麻醉将近交系wistar大鼠320只随机配对分为a，b，c，d 4组. a组为对照组（n=80）行虚拟手术；b组（n=80）行异位全小肠移植；c组（n=80）行异位节段性小肠移植，移植肠部位取中、远段小肠，长度15～50 cm不等；d组（n=80）亦行异位节段性小肠移植，移植肠部位取近段小肠，长度15～50 cm 不等. 供、受体均在代谢笼内禁食10～12 h，自由饮用16万u/l庆大霉素+50 g/l葡萄糖氯化钠溶液. 动物麻醉按10 μl/g腹腔内注射 10 g/l氯胺酮，可维持1～2 h，若术中动物苏醒，可追加原始剂量的1/4.
1.2.1.2供体手术沿腹部中线纵形切口入腹后, 首先行全结肠切除术. ①b组：分别在距 treitz韧带1 cm和距回盲部2 cm处切断空肠及回肠；②c组：取中、远段小肠，长度 15～50 cm不等；③d组：于距屈氏韧带5 cm为近端，取小肠约20 cm. 两端均切断、结扎,游离肠系膜上静脉、门静脉至肝门处，尽量剥净周围胰腺组织，游离带肠系膜动脉的一段腹主动脉,阻断已分离的腹主动脉近心端,经肾下腹主动脉行小肠原位灌洗，灌洗液为4℃肝素化乳酸林格液约 5～10 ml,于40 cm高度灌洗移植肠段至肠管颜色苍白，同时腹腔内充满冰盐水降温. 灌洗的同时于肝门处离断门静脉,将5 f内径cuff管套入门静脉，翻转门静脉使其内膜向外翻于套管上，0/6号丝线结扎固定将移植肠取下放入4℃乳酸林格液中保存.
1.2.1.3受体手术首先行上腔静脉置管，参照wallander等［2］的方法. 取左颈前外侧锁骨上纵行皮肤切口约1 cm，显露颈外静脉，向心插入1～1.5 cm达上腔静脉固定. 在插管过程中持续以1 ml/h输注生理盐水，防止导管内凝血堵塞及气体进入血管. 麻醉同供体，开腹后游离左肾静脉，切除左肾. 显露左肾动脉下方腹主动脉约1.5 cm,
在其上、下方阻断血流，移植肠以冰盐水纱布保护，用0/9号无损伤缝合针行肠系膜上动脉、腹主动脉端侧吻合；移植肠门静脉与左肾静脉利用5 f内径cuff管行袖套式吻合，结扎固定. 去除阻断动、静脉的显微外科止血夹，即见移植肠肠系膜上动脉搏动明显, 移植肠肠管红润，腹腔内倒入37℃温盐水复温. 移植肠近端于左上腹造口、末端于左下腹造口. 受体于开腹前、血管吻合后及关腹后各补含4g/l头孢唑啉钠的平衡盐液 2～3 ml,共6～8 ml.
1.2.1.4术后观察术后每日称体质量；观察移植肠造口粘膜颜色及分泌物；术后 1，7，14，30 d 于移植肠近端造口内注入50 g/l麦芽糖溶液1 ml，分别于注入前及注入后30 min自颈外静脉置管处采血1 ml，测量注入麦芽糖前后血糖值并换算出血糖吸收值［3］. 移植组在大鼠体质量降至130～150 g，极度消瘦，毛发脏乱而无力梳理（濒临死亡）时，取移植肠管进行病理学检查. 生存时间超过30 d被认为能够长期存活［4］.
1.2.2移植肠粘膜组织形态学分析［5］取移植小肠，用100 g/l甲醛固定后修剪为1 cm×1.5 cm大小，脱脂、石蜡包埋、切片，苏木精伊红染色.
统计学处理：数据采用x±s表示，以完全随机设计资料的方差分析方法利用统计软件spss10.0进行统计分析，p<0.05认为差异有显著性.
2结果
2.1 移植大鼠存活时间a组存活时间不受限制；b组受体平均存活时间为(18.0±2.1)d，术后精神状况逐日下降，消瘦明显，产生大量腹水；c组受体平均存活时间为(35.3±2.3)d，大鼠术后苏醒较快, 苏醒后即正常活动；d组受体平均存活时间为(38.0±5.0)d，术后精神好，对刺激反应灵敏. 其中b组与d，c组相比存活时间明显缩短(p<0.05)，而d，c组存活时间无明显差异.
2.2移植大鼠体质量、移植肠造口粘膜颜色及分泌物变化a组体质量无变化，b组术后的体质量下降明显，c，d组体质量亦下降，但其下降幅度较b组明显缓慢. b组大部分受体移植肠造口粘膜水肿明显、伴青紫淤血，分泌的肠液较粘稠，不断有血性液体溢出；c，d组大部分受体移植肠造口粘膜红润，分泌的肠液稀薄，无血性液体溢出.
2.3 麦芽糖吸收实验术后b组血糖吸收值迅速升高，2 wk时约为术前的3倍. c，d组术后血糖吸收值逐渐升高，2 wk时约为术前的2倍. 移植各组在术后 1 d时血糖吸收值仅为0.4～0.6 mmol/l，此后持续升高，1 wk时已超过术前；2 wk后移植c，d组的血糖吸收值基本稳定，约为术前的2 倍（图1）.
b组：异位全小肠移植； c组：异位节段性小肠移植，移植肠部位取中、远段小肠； d：异位节段性小肠移植，移植肠部位取近段小肠.
图1各组术后麦芽糖吸收值的比较
2.4 病理组织学检查①肉眼观察：a组小肠形态正常，无病理学改变；b组移植肠颜色灰白，肠腔扩大并广泛粘连，伴腹腔大量脓性渗出液；c组移植肠粘连少，有少量炎性渗出液，肠系膜血管搏动明显；d组移植肠红润，肠系膜血管搏动明显. ②镜下观察（图2）：a组小肠粘膜结构正常；b组移植肠粘膜增厚、上皮肿胀；c 组移植肠绒毛轻度增生，部分肠壁缺血伴坏死；d组移植肠粘膜稍增厚，移植肠管结构正常，未见代偿性改变；其他大鼠无急性排斥反应表现. 各组因其他原因死亡（肠梗阻、腹膜炎）大鼠不计入检查范围.
a:对照; b：异位全小肠移植； c：异位节段性小肠移植，移植肠部位取中、远段小肠； d：异位节段性小肠移植，移植肠部位取近段小肠.
图2各组小肠标本镜下观察he ×200
3讨论
大鼠小肠移植是一种较难掌握的显微外科技术. 我们根据临床小肠移植实践需要，采用不受移植免疫因素影响的近交品系wistar大鼠分别作为供体和受体施行异位小肠移植，参照zhang等［6］的方法并加以改进.
3.1 不同长度移植肠的比较全
小肠移植可致①血容量不足：由于移植肠体积庞大，当血管吻合成功开放时会造成一过性受体回心血量骤减；同时，受体腹腔容积有限，移植物体积过大，受体腹压增高，同样造成回心血量骤减. 而低血容量休克是小肠移植大鼠的主要死亡原因［7］. 大鼠每100 g体质量的血容量约为 5.5～6.5 ml，术中若失血量超过3 ml，可直接导致死亡受体. 本实验中，b组平均存活时间明显低于其他各组，部分受体出现术后即刻死亡，我们认为与上述原因密切相关. ②移植肠梗阻：移植肠长度过长，肠粘连的可能性较大；手术后早期肠蠕动即可出现，但无规律性，难以将肠腔内分泌物完全排出；加上移植术后供体分泌物较平时增多，这些分泌物相当稠厚；上述因素导致全小肠移植发生肠梗阻的几率明显增加. 本实验中，b 组移植肠颜色灰白，肠腔扩大并广泛粘连，与此密切相关. 而节段性小肠移植除能克服上述不利因素外，还具有手术时间短、受体存活率高、术后取材方便、标本质量较好等优点. 同时，各组麦芽糖吸收实验无显著性差异，说明不同长度移植肠对吸收功能影响不大.
3.2供体移植肠不同部位的选取供肠质量好坏直接影响小肠移植结果［8］. 本实验中，c，d组各项指标均无显著性差异，但c组部分移植肠局部肠壁缺血伴坏死. 我们认为当供体手术时，选取中、远段小肠较近段小肠需多结扎3～4支肠系膜血管，所致的移植肠局部肠壁缺血常被忽视. 同时，需多游离0.5 cm主动脉，多结扎一支腰动脉，也增加了吻合口血栓形成和漏血的机会.
3.3改进受体术式供体手术中尽量采取“无创”技术，即不用手持或钳夹供肠，而改用棉签代手和器械轻拨，避免反复翻动. 过早结扎幽门和脾静脉常引起内脏静脉瘀血，有效循环血容量锐减可能导致休克［6］. 因此，这两支静脉的结扎推迟至灌注前在结扎腹腔动脉后进行. 手术早期即结扎远端腹主动脉，增加供肠的灌注. 本实验供肠的热缺血时间大都控制在40 min之内. 时间过长则导致不可逆肠功能障碍，表现为供肠水肿，节段性青紫瘀血，严重影响移植结果. 受体术前行上腔静脉置管，术中静脉输注复方乳酸钠溶液6～8 ml. 在zhang等［6］术式基础上加以改进，术中不阻断下腔静脉回流，对循环无干扰. 采用套管吻合技术，将pv套入左肾静脉，整个过程约5 min即可完成. 不采用全身性肝素化，吻合口用不含肝素的低分子右旋糖酐冲洗，术后不易漏血，对血管内皮损伤轻［5］，吻合口狭窄及血栓形成的机会减少，供肠有充足血供，动物存活明显增加.
总之，改进技术的大鼠小肠移植减少了多数并发症的发生，特别是选择合适的节段性移植小肠，明显提高了手术成功率. 可以满足临床小肠移植各种相关研究的需要.
【参考文献】
［1］ monchick gj, russel ps. transplantation of small bowel in the rat:technical and immunological considerations ［j ］. surgery, 1971, 70:693-702.
［2］ wallander j, holtz a, larsson e, et al. smallbowel transplantation in the rat with a nonsuture cuff technique: technical and immunological considerations［j］. transpl int, 1988,1(3):135.
［3］ 邹小明，李晓林，袁友萍，等. 维持大鼠生理需要最短移植肠管长度的探讨［j］.中华胃肠外科杂志,2004,7(3):229-230.
［4］ 韩志强，汪昱，王志刚，等. 大鼠小肠移植模型的改进［j］. 中国中西医结合外科杂志,2007, 13(4): 382-383.
［5］ 季刚，林艳，王为忠，等. ox34预防大鼠小肠移植急性排斥反应［j］. 第四军医大学学报，2006，27（2）：117-119.
［6］ zhang xq, sun jl, ma r, et al. simplified techniques in rat heterotopic smal
l bowel transplantation［j］.transplant proc, 2006, 38(6):1840-1841.
［7］ wang j, ma h, zhang h, et al. continuous locked suture technique for arterial anastomosis in rat small bowel transplantation［j］. microsurgery， 2007，27(2):112-117.
［8］ wang m, li q, wang j, et al. intestinal tight junction in allograft after small bowel trans
